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Contact : Denis Rouède, denis [dot] rouedeuniv-rennes1 [dot] fr
Plus d'information : page personnelle

Cette thématique s’articule autour de méthodes d’imagerie cohérente (imagerie de seconde harmonique SHG) et incohérente (fluorescence à deux photons TPEF) qui sont mis au point au sein du département (Fig. 1). De nouveaux modèles et outils d’analyse des systèmes hétérogènes multi-échelles du vivant permettant d’obtenir l’organisation 3D des protéines fibrillaires y sont également développés.

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Fig 1 - Microscope multiphoton développé à l’IPR en collaboration avec BIOSIT

Les applications biomédicales sont développées en partenariat avec des biologistes et médecins de l’université de Rennes 1. Des signatures structurales typiques de maladies fibro-dégénératives (fibrose, cancer, myopathie) sont recherchées. A titre d’exemple (Fig. 2), la mesure du remodelage du collagène fibrillaire dans les parois des vaisseaux sanguins fibrotiques de foie de souris est déduite à partir de l’analyse des images P-SHG (Images SHG obtenues en faisant varier la polarisation incidente). La première colone de la figure représente le signal d’autofluorescence (TPEF) provenant du NADH et du FAD mitochondriale tandis que L’armature du vaisseau sanguin est constituée de collagène et est à l’origine du signal SHG. On observe une densification de ce signal au cours de la fibrose hépathique. La deuxième colone, obtenue après modélisation du signal P-SHG, donne l’orientation macroscopique des fibres de collagène autour du vaisseau sanguin. La troisième colone donne une carte du désordre fibrillaire à une échelle submicrométrique. La diminution de ce désordre dans le foie fibrotique traduit une rigidité du vaisseau sanguin ayant pour conséquence une hypertension sanguine (1).

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Fig 2 - Images SHG et TPEF de vaisseaux de foies de souris sain et fibrotique. La première colone représente les signaux endogènes SHG et TPEF. La deuxième colone représente l’orientation moyenne des fibres de collagène pour chaque pixel de l’image. La troisième colone indique le désordre des fibres de collagène à l’intérieur du volume focale (PSF) pour chaque pixel de l’image. Les résultats sont obtenus en moins d’une seconde pour une image de 512×512 pixels.

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Les macromolécules biologiques s'adsorbent aux interfaces fluides (parois de bulles des mousses, interfaces biologiques) en formant des couches surconcentrées aux fractions volumiques élevées et ce, en dépit des répulsions électrostatiques induites par leur charge. La compréhension des mécanismes conduisant au confinement de ces macromolécules chargées dans la couche interfaciale est une voie pour moduler la nature physique phases formées en solution concentrée, enjeu majeur dans bien des problématiques (évitement de l'agrégation de solutions injectables, production de matériaux biologiques...).

En collaboration avec le STLO ((UMR1253, INRA)), nous étudions les effets de la surconcentration et du confinement sur des systèmes protéiques et colloïdes modèles par une approche combinant la caractérisation expérimentale du comportement à l'interface (cinétiques d'adsorption, rhéologie interfaciale de cisaillement et de dilatation, spectroscopie de réflexion-absorption infrarouge) et en solution, par compression osmotique, qui permet de reproduire en volume les gammes de concentration observées localement, dans le film interfacial, et donne accès aux techniques de caractérisation rhéologique et structurale (diffusion des rayonnements). Nous étudions l'ovalbumine et le lysosyme (issus du blanc d'oeuf) modifiées de façon contrôlée par des traitements physiques, biochimiques ou physicochimiques, afin de moduler leurs propriétés associatives.

Légende : Diagramme Pression osmotique en fonction de la fraction volumique pour le Lysozyme. Chaque point expérimental représente un résultat de compression osmotique. Les points expérimentaux correspondant aux fractions volumiques basse et intermédiaire sont modélisés par une équation de Van der Waals généralisée.

Référence

• Pasquier C., Beaufils S., Bouchoux A., Rigault S., Cabane B., Lund M., Lechevalier V., Le Floch-Fouéré C., Pasco M., Paboeuf G., Pérez J., Pezennec S. Phys. Chem. Chem. Phys. 18, 28458 (2016)

Contacts : Véronique Vié, Gilles Paboeuf

Fig1 : Cuves de Langmuir de différentes tailles, système associant mesures d’ellipsométrie et de tensiométrie ainsi que les outils de prélèvements Langmuir-Blodgett.

Les cuves de Langmuir (figure 1) sont d’excellents outils qui permettent d’obtenir les diagrammes de phase de lipides (ou molécules dérivées) purs ou en mélanges. Associés aux mesures d’ellipsométrie et à l’imagerie en microscopie à force atomique (figure 2), ces isothermes décrivent l’auto-organisation des lipides notamment sous contrainte latérale avant mais aussi au-delà du collapse. Le lien avec leur formule chimique permet une meilleure compréhension l’impact de la structure (stœchiométrie, changement d’atomes) sur le comportement 2D des molécules induisant des orientations préférentielles de développement de nouvelles molécules (dérivés d’archaebactéries par exemple). Ces informations sont d’une grande utilité pour ce qui est des applications pharmaceutiques notamment dans l’encapsulation et le transport de molécules actives.

Fig2 : topographie (10µm*10µm) de la surface de multicouches lipidiques.

Référence :

A. Jacquemet, N. Terme, T. Benvegnu, V. Vié, L. Lemiègre : “Collapsed bipolar glycolipids at the air/water interface: Effect of the stereochemistry on the Stretched/Bent conformations” Journal of Colloid and Interface Sciences, 2013